R2R3 MYB转录因子MDMYB30通过调节切割蜡生物合成来调节对病原体的植物抗性

背景

MYB转录因子家族是植物中最大的转录因子家族之一，在植物生长和发育中起着多方面的作用。然而，苹果中涉及病原体抗性的MyB转录因子仍然明白。

结果

我们从苹果公司找到了一个新的MYB家族成员，并给它命名MdMYB30。MdMYB30定位于细胞核，并在苹果幼叶中高度表达。转录的MdMYB30是由聚乙二醇和脱落酸等非生物胁迫诱导的。扫描电镜和气相色谱-质谱分析证实了异位表达MdMYB30在拟南芥中，蜡质含量、蜡晶数量和蜡质相关基因的转录发生了变化。MdMYB30绑定到MdKCS1启动子激活其表达和调节蜡生物合成。MdMYB30也有助于植物表面性质和增加对细菌菌株的抗性太平洋标准时间DC3000。此外，在苹果果实和转基因苹果愈伤组织中进行的病毒转化证明了这一点MdMYB30增加阻力Botryosphaeria dothidea．我们的研究结果表明MdMYB30在苹果表皮蜡质积累和提高抗病性方面起着重要作用。

结论

MdMYB30绑定到MdKCS1基因启动子激活其转录，调控表皮蜡质含量和组成，从而影响表皮性质和致病相关基因的表达，从而对病原菌产生抗性。MdMYB30似乎是植物角质层形成的关键元素，并赋予苹果对病原菌的耐受性。

苹果 （Malus×Divelsa.）是一个重要的水果作物，通常是全世界种植。苹果上的光泽和光滑度是决定苹果市场价值的重要特征，因为无病的闪亮水果对消费者更具吸引力。切割蜡负责抗苹果病原体和光泽度。

植物切割结构由基于物理位置的两部分组成：靠近电池壁的Cutin，以及暴露在空气中的震动蜡。蜡晶的弹性膜覆盖植物表面[1]．表皮蜡质在抵御外部环境胁迫方面起着至关重要的作用，如作为蒸腾屏障和与病原体相互作用。植物表皮蜡的基本成分是甚长链脂肪酸及其衍生物。角质层合成途径可分为三种反应:(1)从头合成C16和C18脂肪酸;(2) VLCFAs的延伸:第一阶段产生的C16和C18脂肪酸在内质网上延伸形成C20-C36 VLCFAs;(3)醛、醇、烷烃、酮、酯等VLCFA衍生物的合成[2]．

表皮蜡作为蒸腾屏障的作用已得到广泛的研究。在玉米中，去除野生玉米表面的蜡层会促进叶片表面锈病附着细胞的形成[3.]．此外，叶子表面的表皮蜡还可以用来防御天敌[4]．有些脂质可能在细胞凋亡过程中作为信号物质，抵御外部入侵[5]．

MYB转录因子在所有真核生物中都很常见;然而，这种蛋白家族在高等植物中尤其庞大。动物MYB蛋白家族包含三个MYB保守结构域重复序列(R1、R2和R3)，而大多数植物MYB转录因子属于R2R3类型，与生长调节过程相关[6]．据报道，MYB蛋白质与调节次生新陈代谢的一系列功能有关，例如表皮蜡[5],形态发生[7]，非生物和生物应激反应[8，9]．MYB家族成员的功能已被广泛研究。OverexpressingMYB94在拟南芥叶片中，蜡质负荷增加约两倍MYB94与蜡类相关基因的启动子结合以增强它们的表达[10]．程序性细胞死亡是与植物疾病抗性密切相关的过敏反应。AtMYB30是无毒和毒性病原体攻击反应中细胞死亡的主动调节因子[11]．MYB30、MYB55和MYB110是三个MYB蛋白，通过微生物相关分子模式(MAMP)处理转录诱导，增强对真菌和细菌病原体的抗性，在水稻植物免疫中发挥重要作用[12]．此外,AtMYB30显示对反应性氧物质（ROS）的重大反应，并抑制根细胞伸长。该过程涉及与VLCFA运输相关的多种基因;因此，在ROS - 根细胞 - 蜡生物合成 - 植物免疫应答之间提供分子链接[13]．

水果作物的角质层为整个果实的完整提供形态学支持，也影响生长和成熟[14]．角质层蜡的组成和含量可能导致果实品质特性的差异，如采后抗失水、抗病原菌侵染、抗开裂等[15，16，17]．关于水果蜡的大量研究集中在蜡形态和生物合成上，而是关于调节蜡生物合成的分子途径的几乎不少及其在苹果中的作用。在这里，我们确定了一个名为的Apple R2R3 MYB TFMdMYB30．此外,ectopically表达MdMYB30通过改变蜡的组成和表面性质来改善抗病性。这些结果表明了MdMYB30阳性调节蜡生物合成，并作为病原体抵抗机制。

鉴定MYB30苹果中的基因

分开MdMYB30基因,AtMYB30采用同源检索的方法，以基因为诱饵，在苹果中进行序列搜索。我们选择了与AtMYB30同源性最高的基因，将其命名为MdMYB30 (MDP0000149102)。的MdMYB30cDNA包含两个非编码区域(附加文件1:图S1)，以及MdMYB30ORF编码DNAMAN 6.0软件预测的342氨基酸多肽[18]．我们分析了MdMYB30和AtMYB30的氨基酸序列。数字1a显示MdMYB30和AtMYB30蛋白序列高度相似，含有保守的R2R3结构域。

构建系统进化树，研究MYB30s在物种间的进化关系(图。1B;附加文件1:文件S1)。结果表明，苹果MdMYB30与梨PbMYB30 (XP_009376268)亲缘关系最密切，因为它们属于同一进化枝。MdMYB30与玉米ZmMYB30 (XP_008652703.1)、小麦TaMYB30 (AYK27536.1)和水稻OsMYB30 (BAT05602.1)亲缘关系最远，因为这三种植物都是单子叶植物。系统发育树表明双子叶植物和单子叶植物之间有明确的分界。

MDMYB30在核中本地化，并通过非生物应激诱导

蛋白质的定位对其功能非常重要。数字2a表示绿色荧光信号与蓝色荧光信号在细胞核内融合，说明MdMYB30定位于细胞核。的MdMYB30对苹果各组织的转录分析表明，虽然在所有被检测组织中均有组成性表达，但表达水平不同，说明其特异功能MdMYB30在其高表达的组织中（图。2b)。

开始调查MdMYB30压力反应，CIS-元素MdMYB30通过应用PlantCare软件产生启动子[19]．许多调控序列MdMYB30启动子包括参与热、低温、干旱胁迫的元件，参与植物的SA、ABA、GA等元件，以及几种光响应元件(见表)1),这表明MdMYB30与植物对各种非生物应激的反应密切相关。

随后，我们分析了表达式MdMYB30分别用PEG、ABA、GA和NaCl处理(图2)。2C）。在体外繁殖的苹果幼苗用于该实验。的MdMYB30PEG处理后，转录水平在0.5 h时迅速上升至峰值，随后逐渐下降。MdMYB30在ABA处理的早期，ABA的表达量没有变化，但在处理12 h后急剧增加，在48 h达到最大值。没有变化MdMYB30分别检测GA和NaCl处理后的转录水平。

MdMYB30在生物和非生物胁迫中的作用

我们改变了MdMYB30进入野生型拟南芥来调查MdMYB30在压力期间。六是独立的MdMYB30ectopically表达(MdMYB30获得了qPCR鉴定的拟南芥株系。MdMYB30OE4，OE5和OE6更高MdMYB30为后续实验选择转录水平(图。3.a).我们监测了flg22诱导的免疫反应、peg诱导的渗透胁迫和ABA敏感性MdMYB30在拟南芥中的异位表达。WT和MdMYB30正常MS培养基中的异位表达拟南芥。MdMYB30与WT相比，flg22和PEG处理下的异位表达根长MdMYB30与wt相比，在ABA处理下显着抑制异位表达。随着FLG22，PEG和ABA浓度的增加，根伸长率的变化更为明显（图。3.b, c).鲜重和叶绿素MdMYB30与野生型相比，经flg22和PEG处理后异位表达量显著增加，而经ABA处理后异位表达量下降，说明了异位表达MdMYB30品系增加了对生物胁迫和渗透胁迫的抗性，并提高了对ABA的敏感性。3.一部)。因此，这些数据表明MdMYB30参与对生物和非生物胁迫的反应。

MdMYB30改变表皮蜡负荷和成分

以前的研究已经证明了这一点AtMYB30是拟南芥蜡生物合成的重要调控因子[20.]．总蜡MdMYB30提取异位表达和WT拟南芥以研究功能MdMYB30在蜡积累。异位表达的总蜡量有显著差异MdMYB30和WT拟南芥。茎、叶的蜡质总量比叶、茎高1.5 ~ 1.3倍MdMYB30OE株系与WT株系比较(图。4一种;附加文件1:图S2a;附加文件1:表S1)。采用气相色谱-质谱联用技术对茎蜡成分进行测定。角质层蜡的组成分析表明，蜡中烷烃、醇类、醛类、脂肪酸、酮类和酯类的含量增加MdMYB30其中，脂肪酸的增加幅度最大，是WT的2.6倍以上(图2)。4B;附加文件1:表S2)。C29烷烃、C31醇类、C29醛类、C16脂肪酸、C29酮类、C29和C30酯类均显著增加MdMYB30与WT中的异位表达谱进行比较，提供了证据MdMYB30在角质层蜡的生物合成中起着重要的作用1:图开通)。

我们在茎中检查了蜡晶体形态MYB30异位表达与WT植物，但电镜未发现蜡晶形态差异;然而,MdMYB30异位表达的拟南芥比野生型表现出更多的表皮蜡质晶体(图。4c).同样，在异位表达的拟南芥叶片中也检测了蜡晶体，仅检测到少量增加(附加文件1:图S2c)。因此,表达式MdMYB30改变了茎和叶中的蜡晶的数量。

此外，蜡生物合成基因的转录水平，包括AtHDG1，AtWRI1，AtCER3，AtWIN1，ATKCS1，AtACBP1，Atlacs2.，AtCER1，AtSHINE2,AtSHINE3WT和MdMYB30通过QRT-PCR检测异位表达的线。异位表达MdMYB30上调数个蜡类相关基因的转录，如AtWRI1，AtWIN1，ATKCS1，AtACBP1，Atlacs2.，AtSHINE2,AtSHINE3,这表明MdMYB30促进蜡的生物合成(图。4d)。有趣的是,ATKCS1显著上调MdMYB30异位表达植物。因此，我们分析了MdKCS1启动子序列，发现三个可能与MdMYB30蛋白相互作用的基序(P1, P2, P3)1:图S3)。采用ChIP-PCR检测MdMYB30是否直接结合MdKCS1启动子。结果表明，MdMYB30特异性结合于tattt基序的P3序列中MdKCS1调控蜡合成的启动子(图。4e)。

MdMYB30具有改变表皮蜡质特性和表皮通透性的作用

蜡层的厚度与角质层的渗透性有关。采用叶绿素浸出法研究了黄瓜角质层膜的性质MdMYB30异位表达植物发生变化。结果表明，叶绿素的提取速度较慢MdMYB30与WT相比，异位表达的植物(图。5a），表明在不同表达拟南芥中叶绿素浸出的叶绿素浸出的更高的粘接性。随后，甲苯胺蓝染色实验表明MdMYB30无论莲座叶还是茎染色，异位表达系都比WT更难染色。5b, c)。这些结果表明MdMYB30明显改变了表皮蜡的渗透性。

MdMYB30赋予抵抗力太平洋标准时间DC3000

切割蜡作为对压力源和病原体的物理障碍，是植物防御反应的化学威慑和活化剂。我们是否评估了MdMYB30影响阻力太平洋标准时间DC3000，是一种细菌病原体。结果表明，WT叶片在接种3 d后变黄太平洋标准时间DC3000;然而，树叶的MdMYB30异位表达谱线很少泛黄。随着时间的推移，敏感性变得越来越严重，几乎所有的WT莲座叶片在感染13 d后发生褪绿，而异位表达系的叶片在所有时间点都更健康，提示了这一点MdMYB30异位表达赋予了对病原体的抗性(图。6a). ROS水平与病原体感染密切相关。检测异位表达系接种后是否改变ROS水平太平洋标准时间5 D DC3000，ROS反应性染料DAB和NBT用于测试O.₂⁻和H₂O₂受感染莲座叶的含量。结果显示异位表达MdMYB30在WT中观察到弱染色(图。6氟)。相应地，异位表达品系的胼胝质含量也有所提高太平洋标准时间DC3000感染与WT相比（图。6b),证明MdMYB30增强抵抗太平洋标准时间DC3000。

MdMYB30积极的调节b . dothidea通过苹果果实的瞬态转换攻击

的表达MdMYB30是通过基于病毒载体的瞬时转化来增加或抑制MdMYB30提高苹果对病原菌的抗性。在这里，独立的MdMYB30-TRV和MdMYB30-pIR瞬时表达MdMYB30分别下调或显着上调mRNA水平（图。7a).首先，我们检测了注射点蜡相关基因的转录，三个蜡相关基因与MdMYB30表达式(无花果。7b).此外，过度表达MdMYB30根据对照相比，根据SEM加速了注射部位周围的蜡晶的数量（图。7C）。相应地，过度表达MdMYB30与空载体相比，其抑制增加了病变增加了损伤（图。7d, e). qRT-PCR结果显示，致病相关基因的转录，包括MdNPR1，MDPR1，MDPR5.，MdEDS1,mdpal.与对照组相比，TRV-MdMYB30注射位点降低，而pIR-MdMYB30注射位点增加(图2)。7f).随后，函数MdMYB30在苹果疾病中证实了抗病性。我们过度表达MdMYB30在苹果愈伤组织中获得3个MdMYB30overexpressing (MdMYB30OX)转基因株系(图。8一种）。然后，我们测试了Apple Calli的免疫力b . dothidea，发现过表达MdMYB30与空载体相比，病变明显减少(图。8b, c)。MdMYB30牛转基因苹果calli具有更高的h水平₂O₂而不是空向量（图。8d）。这些发现表明了这一点MdMYB30积极调节苹果果实中的蜡积聚，并加强苹果抵抗力B. dothidea。

弹性蜡参与许多生理过程，是植物的空中部位的主要保护物质。MYB TFS参与了众多进程[6，21，22]．几个R2R3型MYB TFS通过可能的切割依赖性途径在生物压力下发挥基本作用[23，24，但R2R3-MYB蛋白在苹果抗病中的作用尚不清楚。

蛋白质的亚细胞定位与其功能密切相关。据报道，许多MYB蛋白定位于细胞核。在小麦(小麦l .)TaMYB1如洋葱表皮细胞中的体内亚细胞靶向实验所示的核局部化[25]．在拟南芥中,MYB21和MYB24是在它们相互作用的原子核中吗myc2./3./4/5通过BHLH-MYB综合体调节雄蕊生长和种子产生的蛋白质[26]．核定位转录因子MYB2与bHLH蛋白相互作用芹菜graveolens调节花青素的生物合成[27]．在本研究中，MdMYB30的荧光信号显示其位于细胞核内，说明MdMYB30作为转录因子(TF)可能靶向定位于细胞核内参与蜡合成的基因。

植物MYB TFS在监管途径和面临各种压力源的网络中起重要作用。在l .紫色，LPMYB1与WT相比，异常表达拟南芥表现出增强的干旱和耐盐性[28]．在拟南芥中，AtMYC2和/或AtMYB2过表达的植物对ABA表现出更高的敏感性，一些ABA诱导基因表达上调，表明这两种蛋白在干旱胁迫下转录激活ABA诱导基因的表达[22]．在本研究中，异位表达MdMYB30拟南芥对非生物(PEG和ABA)和生物(flg22和B. DOTHIDEA）压力源。

以往的研究表明，表皮蜡主要由烷烃、醇类、醛类、游离酸类、酮类和酯类组成。其中，烷烃占40-60%，醇占15-20%，醛占5-10%，游离酸占5-9%，酮占15-20%，酯占< 10%。拟南芥中烷烃含量的增加对蜡质的影响最大[29，30.，31]．我们的研究结果表明，与前一款的蜡含量与以前的蜡含量一致，与WT相比，蜡含量最明显的增加是脂肪酸。我们怀疑脂肪酸可能在植物表皮的抗病抵抗中发挥作用。拟南芥长链酰基-CoA合成酶的研究（LACS2)突变体的研究表明，表皮蜡质组分、结构和渗透性的改变可能导致较强的抗性葡萄孢菌［32]．蜡含量的增加通常会导致晶体结构的变化和蜡晶的量[33，34]．图中，表皮蜡质负荷和蜡晶体数量增加MdMYB30拟南芥的异位表达，可能是由于表皮蜡质组成的改变。

以前的报告表明ATKCS1，AtFDH,atd3.基因参与VLCFA生物合成途径。MyB30通过增加内质网中的VLCFA的生物合成来直接激活这些基因的启动子以调节细胞死亡[5]．表皮蜡质相关基因MYB96在干旱和ABA的诱导下转录，特异性结合到蜡质生物合成相关的几个结构基因的启动子区域．蜡质含量的增加导致植物抗旱性的增强[35]．我们的结果表明，酶编码基因和转录因子显著增加MdMYB30异位表达拟南芥与wt相比。其中，ATKCS1是最明显的，哪个是一致的MdMYB30绑定到MdKCS1启动子，从而激活其表达。

由于甲苯胺蓝无需溶剂直接进入植物组织，因此该方法可用于研究角质层膜的渗透性[32]．用甲苯胺蓝染色法测定表皮蜡质透性。之前的一项研究表明蚕豆根尖感染豆黄色马赛克病毒的叶子呈现更高的h₂O₂与控制相比，MDA水平[36]．在这里,MdMYB30转基因苹果愈伤组织和异位表达拟南芥叶片的O₂⁻和H₂O₂内容比WT治疗后太平洋标准时间DC3000和b . dothidea分别4天。事实上，活性氧的爆发被认为是对生物压力的最早反应之一[37]．ROS的爆发增强了植物的抗病能力，增加了细胞壁的变化[38]．这些发现支持了之前的观点并证实了这一点MdMYB30正调控植物抗病性。

总之，我们提出的证据表明MdMYB30我们提出了一个工作模型来解释这个过程(图。9）.简单来讲,特遣部队MdMYB30通过激活表达调控表皮蜡的生物合成MdKCS1．因此,ectopically表达MdMYB30显著增加了表皮蜡的总量，改变了表皮蜡的成分;因此，通过改变表面性质和致病相关基因来抵抗病原体。

植物材料和生长条件

野生型‘Orin’苹果愈伤组织在23-25℃暗培养，每3周传代一次。“Royal Gala”组培苗在23-25℃，16 h/8 h光周期下培养，每月传代一次。继代培养基使用后依次为[39]．拟南芥(生态型‘哥伦比亚’)在19-22℃的长日(16 h/8 h)光照培养箱中培养。烟草(尼古利亚娜·宾夕法尼亚州)在23-25°C下生长，光周期为14 h/10 h。

为了进行组织表达实验，研究人员从5岁的“皇家Gala”苹果树上取下了单个苹果组织。胁迫反应试验的苹果幼苗处理方法参照前面所述[40]．这些苹果果实在开花140天后从“金色美味”果树上取样。b . dothidea在马铃薯葡萄糖琼脂(PDA)培养基上24°C培养[41.]．

“Orin”苹果愈伤组织是由日本国立果树科学研究所的Moriguchi教授进行的。‘御Gala’树取自山东农业大学实验站。“金鲜”水果来自泰安附近的一个商业果园。我们声明植物材料的收集符合机构，国家或国际准则。

系统发育树构建及氨基酸序列分析

拟南芥MYB30的同源物是从蛋白质爆炸计划获得的（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/）.使用Mega 7.0和DNaman 6.0软件进行系统发育树和多序列对齐。Meme Suite（http://meme-suite.org/)软件获取MYB30S的功能图形。MdMYB30蛋白结构域通过NCBI网站(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/structure/cdd/wrpsb.cgi.）.

质粒构建与植物遗传转化

以‘Royal Gala’组培苗叶片提取RNA，克隆MdMYB30 cDNA。利用利用SalI和BamHI酶切位点设计的引物MdMYB30- pr - f (5 ' -GTCGACATGGGGAGGCCTCCTTGCT-3 ')和MdMYB30- pr - r (5 ' -GGATCC GAAAAAGTTAGCATTTCCATGATCT-3 ')扩增出1026 bp的MdMYB30 cDNA。将扩增产物插入PRI-GFP中，获得MdMYB30-GFP融合蛋白。苹果愈伤组织和拟南芥的转化遵循[42.，43.),分别。

亚细胞定位

将MdMYB30全长序列插入到GFP载体中，构建重组质粒MdMYB30-GFP。35S::MdMYB30-GFP，用于烟草转化[44.]．使用激光扫描共聚焦显微镜（Zeiss LSM 510 Meta，Jena，德国）检测荧光信号。

蜡提取，气相色谱 - 质谱（GC-MS）分析，扫描电子显微镜（SEM）

采用以下步骤对表皮蜡进行详尽的提取:氯仿萃取、氮气吹干、衍生化反应，以及前面描述的样品分析[39，45.]．如前所述进行扫描电镜[39]．步骤可概括为:取样、真空冷冻干燥、金喷处理、镜观察。

染色质免疫沉淀(ChIP)-聚合酶链反应(PCR)分析

采用EpiTect ChIP OneDay Kit进行ChIP- pcr分析，方法参照[46.]．用于ChIP-PCR分析的引物列在附加文件中1:表S3。

基因表达分析

利用RNA Plant Plus Reagent Kit (Tiangen, Beijing, China)和TRIzol试剂(Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)分离植物总RNA。使用PrimeScript™RT试剂试剂盒和gDNA橡皮(TaKaRa，志贺，日本)进行逆转录。定量RT-PCR检测采用Step One Plus™Real-Time PCR系统(Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA)检测蜡质和抗病相关基因的转录水平。qRT-PCR根据[47.]．用于qRT-PCR的引物列于附加文件1:表S3。

叶绿素浸出试验

采集4周龄幼苗的莲座。叶绿素含量的测定方法如下:[48.，49.]．

甲苯胺蓝染色

甲苯胺蓝染色检测叶片表面透性，根据[45.]．

病原体感染分析

WT和转基因拟南芥的叶片被取样并如前所述感染[50.]．拟南芥菌株侵染分析两pv番茄DC3000 (太平洋标准时间DC3000)，按照[51.]．太平洋标准时间DC3000是拟南芥与病原菌相互作用的模型菌株。苹果愈伤组织接种b . dothidea是根据[50.]．

ROS化验

H₂O₂根据[52.]．施用硝基唑唑鎓（NBT）和3,3-二氨基苯胺（DAB）染色方法以确定O.₂⁻和H₂O₂水平分别[50.，53.]．

胼胝质染色

感染后4天太平洋标准时间DC3000，在固定液(甲醛:乙酸:乙醇:h)中漂洗20 h₂O, 3.7%: 5%: 50%: 41.3%， by vol.)。将样品从固定液中取出，用8 M NaOH浸泡5-6小时;去除氢氧化钠，用去离子水洗涤10 min;去除水分，加入0.01% (w/v)苯胺蓝染料溶液，在黑暗中浸泡1 h。如前所述，使用ImageJ软件对胼胝质沉积物进行了定量统计[50.]．

苹果果实的病毒载体构建和农药

根据[中的病毒载体54.]．引物对MdMYB30- f (5 ' - atggggaggcctccttgct -3 ')/−R (5 ' - GAAAAAGTTAGCATTTCCATGATCT-3 ')用于扩增全长MdMYB30，并将其插入到pIR载体中生成pIR-MdMYB30结构(附加文件)1:表S3)。然后，将全长cDNA的一部分MdMYB30(15 ~ 348 bp)克隆并以反义方向插入烟草摇粒病毒(TRV)载体中，得到反义构建物TRV- mdmyb30。采用瞬时注射法，如[55.]．注射后，将果实置于室温黑暗下放置3天Botryosphaeria dothidea用接种环接种在注射点处，在潮湿的条件下在室温下放置在黑暗中，并加热b . dothidea3天后观察。

统计分析

每个实验设置3次重复，数据基于3次平行实验的结果。使用数据处理系统(DPS)对数据进行显著性分析(http://www.chinadps.net/）.采用Tukey单因素检验。所有数据集都以相同的方式进行分析。一个p-Value <0.05被认为是显着的。

关于本研究的所有数据已包含在目前的手稿或补充中的表格和/或图形中。作者很高兴在合理的要求时分享分析/原始数据和工厂材料。

b . dothidea：

Botryosphaeria dothidea

子:

开放阅读框架

太平洋标准时间DC3000:

细菌菌株两光伏番茄

ROS：

反应性氧气

扫描电镜:

扫描电子显微镜

vlcfas：

非常长链脂肪酸

我们要感谢日本国家果树科学研究所的Moriguchi教授，他培育了“Orin”苹果愈伤组织。

国家重点研发计划项目(no . 2018YFD1000200);国家自然科学基金项目(no . 31772275);山东省优秀青年自然科学基金项目(no . ZR2018JL014)资助。资助方不参与研究的设计、数据的收集、分析和解释以及手稿的撰写。

从属关系

1. 作物生物学国家重点实验室;山东合作创新中心水果蔬菜质量和高效生产;山东省农业大学园艺科学与工程学院，山东山东271018

   Ya-Li张，春凌张，贵栾王，永新王，陈辉齐，羌赵，春祥佑，元源李和宇津浩

贡献

YYL和YJH发起并设计了这项研究。YLZ、CLZ、GLW、YXW、CHQ、QZ和CXY进行了实验。YLZ分析了数据。YYL提供试剂/材料/分析工具。手稿是YLZ写的。YYL和YLZ对手稿进行了修改。所有作者均已阅读并批准本稿件。

相应的作者

对应到圆圆李或Yu-Jin Hao．

伦理批准和同意参与

不适用。

同意出版

不适用。

相互竞争的利益

提交人声明他们没有竞争利益。

出版商的注意

施普林格《自然》杂志对已出版的地图和机构附属机构的管辖权要求保持中立。

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