用砧木嫁接可诱导葡萄藤茎尖分生组织发生广泛的转录重编程

背景

嫁接技术广泛应用于果树农业;众所周知，砧木除了能改善其他具有农业价值的性状外，还能带来接穗生物量的差异。然而，关于砧木对接穗基因表达的影响还知之甚少。本研究的目的是确定异种嫁接葡萄品种葡萄简历。与自体嫁接对照相比，两个不同砧木的赤霞珠N改变了茎尖的基因表达。赤霞珠采用两种商业砧木基因型和自身嫁接的方法进行异质嫁接。活力通过测量根、茎、叶和树干的生物量来量化。基因表达谱分析使用全基因组葡萄藤微阵列完成;每个接穗/砧木组合嫁接4个月后，收集4个池的5个茎尖样品。

结果

在第一个生长周期结束时，砧木增加了茎的生物量或赋予了更大的活力。两种不同基因型在全球范围内异质嫁接可引起茎尖基因表达量的增加;但两种异质移植物间无基因表达差异。异种嫁接植株茎尖上调基因中，DNA、染色质结构、组蛋白、类黄酮和富含亮氨酸重复序列的受体激酶的功能类最丰富。

结论

砧木基因型的选择对茎尖基因表达量影响不大;这说明自接和异接是调控基因表达的主要因素。

嫁接技术广泛应用于果树农业。选择砧木是为了抵抗土壤传播的病虫害，提高对环境压力的耐受力，并提高作物产量和/或质量(如[1，2])。在葡萄栽培中，嫁接主要用于促进葡萄在受根瘤虫感染的土壤中生长。根瘤虫是一种生活在土壤中的害虫，从美洲传入欧洲。3.])。根茎的使用对接穗的发育有深远的影响，因为根茎可以替换植物的整个根系。众所周知，砧木会改变接穗的各种生理过程，如活力或生物量积累[4]，水果品质[5]和对非生物胁迫(例如对水分亏缺)的反应[6和盐度[7])。

尽管嫁接技术得到了广泛的应用，但我们对砧木嫁接如何使接穗的活力产生差异所知甚少。在园艺中赋予活力的砧木通常用茎部生物量积累来描述，即茎部生物量、产量或植物内生物量分配(如产量和茎部生物量之间的比率)。人们提出了各种解释砧木活力的假说，包括营养和水分运动的改变、激素浓度和嫁接结合的解剖结构(见[2，8])。在苹果园中，使用的砧木对接穗有显著的矮化作用，使树干直径减少多达70%。9］．在樱桃树上，根茎诱导的矮化(茎长减少25%)是由末端分生组织生长的不同停止引起的，例如[10］．用于葡萄栽培的商品砧木对接穗活力的影响较小。它们与在果树中观察到的矮化表型无关，但葡萄藤砧木对果实质量和产量仍然很重要。虽然不同砧木的活力控制机制对不同的接穗不一定相同，但大多数商业砧木基因型都有一定程度的一致性，被葡萄栽培学家定义为高、中或低活力。3.］．

基因表达研究已被用来阐明果树中赋予活力的砧木背后的机制。研究了苹果树茎尖的基因表达对一系列砧木基因型的响应，以确定茎尖表达与植株身高之间的关系[11］．差异表达基因中富集的基因本体(GO)术语是对刺激的响应、对非生物和生物胁迫的响应以及未知的生物过程和其他生物过程的响应。Jensen等人[11]鉴定出116个表达水平与植株大小相关的基因;与树干横截面直径相关性最强的基因是山梨醇脱氢酶、同形盒亮氨酸拉链蛋白和橡胶管样蛋白。类似地，Prassinos等人[10]利用cDNA扩增片段长度多态性比较了矮化砧木和半活力砧木对接穗中基因表达的影响，并确定了参与信号传递过程的许多转录因子和基因的差异调控。然而，在Jenson等人的研究中，缺乏自体嫁接的对照植株。11和Prassinos等人。[10]，因此用非自生砧木嫁接对接穗基因表达的影响仍有待确定。

研究嫁接对葡萄茎尖分生组织基因表达的影响葡萄简历。“赤霞珠N”(CS)异质嫁接(具有两种源自美国的不同商业砧木基因型葡萄。)和自移植对照(CS与CS嫁接)。选择的砧木基因型为“Riparia Gloire de Montpellier”(RG)和“1103 Paulsen”(1103P)，这些基因型分别带来低和高的接穗活力。我们的取样策略旨在最小化与砧木生理相关的次生影响，如植物水分状态、气体交换和蒸腾作用的差异。因此，茎尖分生组织在夜晚结束时，假设植物处于一个稳定的环境中，以减少与砧木嫁接的直接和间接影响的混淆。上调基因中富集了DNA、染色质结构、组蛋白、类黄酮和亮氨酸丰富重复序列(LRR)等功能类基因。

在园艺学中，通常选择砧木是因为它们有能力改变接穗的生长，或赋予接穗活力的差异。在葡萄栽培中，活力通常是通过生长周期结束时的茎秆修剪重量来量化的，在这项工作中，授予的活力也通过测量干茎生物量来量化。目的是将赋予活力(即茎生物量)的砧木差异与茎尖基因表达的差异联系起来。枝尖样品在嫁接后4个月后采集，推测与嫁接有关的应力和成功的嫁接结合的形成已经克服。一些基因在微阵列数据中的差异表达被qPCR证实(附加文件1)．

砧木对嫁接葡萄生物量积累具有活力效应

在生长周期结束时，砧木1103P和RG比自接对照增加了茎秆生物量(图1)1C)，即砧木基因型赋予接穗较高的活力。另外，与对照对照相比，砧木1103P的叶片生物量也有所增加1D)，而嫁接根茎RG则降低了树干生物量(图1B).在生长周期结束时，三种接穗/砧木组合的根系生物量差异不显著(图1)1A)。然而，茎和根之间的生物量分配存在差异(图1)2)．异种移植物的茎根比显著高于自体移植物对照(Kruskal-Wilk秩方差分析和Tukey多重比较程序，数据未显示)。

嫁接4个月后，在接穗活力(茎生物量)的差异变得明显之前，茎尖样品被收获(图)3.C).顶端收获时嫁接砧木也不影响叶片生物量(图3.D)。然而，自嫁接植株的根系生物量显著高于异嫁接植株(图5)3.A)，嫁接根茎RG的树干生物量显著低于自嫁接植株和嫁接到1103P植株(图1)3.B)。

砧木对茎尖基因表达的影响

与美国砧木品种RG和1103P异种嫁接的CS与对照CS/CS相比，茎尖大量基因表达存在差异(图1)4)．总的来说，大多数基因的差异表达在两种异质组合中是相似的:在CS/RG和CS/1103P中都有1203和837个基因的上调和下调，而在CS/1103P中只有108和168个基因的特异性上调和下调，在CS/RG中只有164和92个基因的特异性上调和下调。事实上，两个异种嫁接组合之间没有基因表达差异。所有显著差异表达基因的归一化表达值、基因表达比较、p值、调整p值和gomapman注释在附加文件中给出2．异质移植物和自体移植物对照差异表达基因中富集的MapMan功能分类(bin)也突出了两种异质移植物组合反应的相似性(图5, (12- - - - - -14])。

与砧木异接后，茎尖分生组织中基因上调

MapMan功能类别[12，13在异种移植物茎尖中表达上调的基因较自体移植物多属于功能类细胞壁、细胞、细胞组织、DNA、染色质结构、组蛋白、LRR受体激酶、萜类和异黄酮醇(表2)1和图5)．GO生物过程DNA复制、DNA代谢过程等细胞代谢过程也在该基因表中富集，同时富集的还有解旋酶、运动酶、水解酶和焦磷酸酶活性以及室室染色体、细胞器、细胞核和细胞外(表4)2)．

对上调最强烈基因的检查3.)强调了与DNA和染色质修饰相关的基因的上调，例如，来自染色质结构类别的基因(如。VIT_01s0150g00390，VIT_00s0184g00040，VIT_07s0005g01430而且VIT_11s0149g00130)和被注释为参与复制控制的基因(例如。VIT_06s0004g06300)以及一个set结构域转录因子(VIT_16s0098g01510)和两个染色质重塑因子(VIT_05s0049g00150而且VIT_04s0023g01610)(额外的文件3.和图5)．除了参与DNA和染色质调控的许多基因上调外，许多转录因子(图6)、两个糖转运蛋白(VIT_14s0030g00240而且VIT_14s0030g00230)，一个发育基因(末端花样蛋白1 (tfl1)，VIT_06s0080g00290)，参与氨基酸代谢和细胞壁修饰的基因上调(附加文件3.)．

与砧木异接后，茎尖分生组织中基因下调

MapMan功能类别[12，13与自体移植物相比，在异源移植物中表达过低的基因属于功能类别受体激酶、激素代谢(尤其是乙烯)、次生代谢、发病相关(PR)蛋白、氧化还原和各种杂基因(表3.和图4)．氧化石墨烯生物过程对刺激的反应，细胞通讯和信号，以及功能转移酶和氧化还原酶活性也被过度代表(表4)．

最强烈下调基因的检查(附加文件4)强调了许多类转录因子下调的重要性，特别是那些属于WRKY类的转录因子(如。VIT_17s0000g01280，VIT_08s0058g01390而且VIT_04s0008g05760)(图6)．WRKY转录因子在转录激活、抑制植物发育和胁迫反应中具有广泛的作用(由[15])。

与砧木嫁接引发了许多参与DNA和染色质修饰的基因的差异表达

嫁接非自体砧木可诱导许多与染色质修饰相关的基因的转录重编程。在与砧木1103P或RG嫁接时，有70个被分配到与DNA相关的功能类别的基因在茎尖上差异表达(图6和额外的文件5)以及其他可能参与DNA或组蛋白修饰的基因(如含有蛋白质的SET结构域和DNA甲基转移酶)。根茎诱导的组蛋白基因均为核心组蛋白基因(H2A、H2B、H3和H4 (Hist1h4h))，除1个着丝粒组蛋白(VIT_15s0046g01110)，而H1变体，一种连接子组蛋白则下调。两个核小体组装蛋白也上调(附加文件5和图6）;这些蛋白是核心组蛋白H2A和H2B的伴侣蛋白。5种SET结构域蛋白也被砧木诱导5和图6）;已知SET结构域具有针对组蛋白H3或H4的特定赖氨酸残基的甲基转移酶活性[16］．三种DNA甲基转移酶被砧木诱导5和图6）;这些基因都属于植物特异性色素甲基化酶组，负责拟南芥中胞嘧啶的不对称甲基化[17］．3个Werner综合征样外切酶基因因砧木基因型而下调。在拟南芥中，已知一个Werner综合征样外切酶参与转录后基因沉默[18］．一个参与RNA处理的基因(VIT_12s0059g01120(一种核糖核酸酶3样/dicer蛋白)也被下调，该基因被认为与修饰染色质并指导DNA甲基化的24 nt小干扰RNA (siRNA)通路有关[19］．

激素相关基因的差异表达

与根茎RG和1103P嫁接CS引发了许多与激素代谢相关的基因的差异调控:许多来自功能类IAA/生长素和赤霉素的基因都上调或下调，而来自油菜素类固醇类的基因普遍上调，来自ABA、水杨酸和乙烯类的基因普遍下调(附文件)6)．生长素类差异表达基因大部分为生长素响应基因，但3个生长素转运蛋白表达上调(3个PIN1-like(3个PIN1-like))。VIT_18s0001g15420, VIT_14s0108g00020而且VIT_08s0040g01230)和一个AUX1-like (VIT_03s0038g02140)和一个参与生长素信号转导的蛋白连接酶(VIT_01s0127g00910)被下调了(附加文件7)．来自功能类油菜素内酯的6个基因上调，包括2个油菜素内酯受体基因(VIT_05s0062g01100而且VIT_16s0100g00710)(额外的文件8)．

受体激酶的差异调节

与砧木RG和1103P的异位嫁接导致许多LRR含有受体激酶的上调和许多其他类型的受体激酶的下调，如s位点糖蛋白样，未知功能域(DUF) 26，壁相关激酶(WAK)和小麦叶锈病抗性lrk10样受体激酶8而且9)．在全球范围内，与自体移植物对照相比，异质移植物组中有37个受体激酶上调，63个受体激酶下调8)．

采样策略

砧木在农业中广泛使用，对植物生长和植物对环境的反应的许多方面都有深远的影响(如[1，2，8])。本研究选择的取样策略旨在减少砧木对基因表达的次生影响(如与接穗蒸腾、水分状况、光合作用、温度等差异相关的间接影响)。芽尖分生组织在日出前1小时(在绿光下收获)从生长在外面浇水充足的花盆里的植物中收获。嫁接4个月后，当接穗处于“稳定状态”时，枝尖被收获;这些植株已经形成了成功的嫁接结合，已经从嫁接过程中恢复过来，可能已经适应了砧木的存在，但还没有表现出接穗活力的显著变化。

砧木对植物发育的影响

众所周知，砧木对接穗发育有广泛的影响;这项工作中使用的砧木已知会在葡萄园中赋予不同的接穗活力。与设拉子接穗嫁接时，砧木1103P比自接对照增产，同样，RG比自接对照增产麝香(Muscat Gordo Blanco)3.])。在对盆栽幼苗的研究中，砧木RG和1103P也会在第一个生长周期中影响接穗生物量积累和根/梢生物量分配。先前的研究表明，这些砧木改变了次级(茎厚)而不是初级(茎长)芽的生长[20.］．

除影响接穗发育外，根茎RG和1103P还影响茎根之间生物量的分配，这种关系在植株发育过程中是稳定的。茎/根生物量分配的内在差异让人联想到植物对一些环境因素的响应，如养分有效性、水分有效性和温度[21］．

与砧木嫁接诱导生长相关转录本的表达发生变化

苹果树中增加的砧木赋予的活力与枝条中上调的基因数量的增加有关。11];在对葡萄藤的研究中也观察到，嫁接活力增加的砧木会引发基因表达的上调，而不是下调。嫁接苹果树中与植株大小相关性最好的转录本是一种山梨醇脱氢酶[11];山梨醇是苹果中碳的主要运输形式，Jensen等。[11]表明，生长旺盛的树木的枝尖是更有效的碳汇，这有利于更旺盛的生长。同样，嫁接葡萄藤的砧木(增加了接穗活力)导致了来自主要和次要碳水化合物代谢和糖转运蛋白功能类别的许多基因的差异调控，这表明在葡萄藤中可能存在类似的机制。

功能类细胞、细胞壁和细胞组织的基因上调也可能与异种嫁接葡萄接穗生长的差异有关。a的上调伦敦交通局1基因(VIT_06s0080g00290)可能与非自生砧木介导的接穗营养生长增加有关。在苹果树上，沉默的MdTFL1与营养生长下降和世代时间缩短有关[22］．众所周知，TFL1的葡萄藤同源物在拟南芥和烟草中过表达时也会延迟开花[23］．

与砧木嫁接引发了许多参与DNA和染色质修饰的基因的差异表达

在真核生物中，表观遗传机制可以调节染色质结构和基因表达，例如通过DNA甲基化、组蛋白修饰和siRNA信号通路的某些方面[24］．DNA甲基转移酶在胞嘧啶碱基上加一个甲基，生成5个甲基胞嘧啶;DNA甲基化被认为抑制转座子活性，在某些情况下抑制基因表达[25］．DNA甲基化相关基因的上调可能与转座子活性或基因表达的抑制有关。许多组蛋白的上调也可能与异种嫁接植株染色质结构的改变有关，并可能与异种和自嫁接植株之间观察到的一些基因表达差异有关。DNA甲基化和组蛋白修饰都可以受到siRNAs的影响[24]和小rna在植物中可移植物传递(例如[26])。我们提出了用非自体砧木嫁接改变接穗小RNA群体并介导受体组织表观遗传学变化的假设。然而，已知染色质修饰可被诱导以应对各种胁迫，如盐、干旱和冷胁迫，并参与许多激素信号级联(如[27])。因此，异质嫁接响应基因的差异表达可能是染色质修饰基因通过嫁接相关的应激反应的间接反应和/或siRNA在砧木和接穗之间运输的直接结果。除了异源嫁接可能引起的表观遗传调控外，转录后和翻译后修饰也都是可能的。许多参与蛋白质合成、降解和靶向的基因在异质移植物中存在差异表达。另外，6个参与RNA加工的基因和3个参与RNA结合的基因在异质移植物中表达上调(唯一下调的基因是前面提到的核糖核酸酶3-like/dicer蛋白)。

非自体砧木异种嫁接反应中受体激酶的差异表达

植物基因组含有大量细胞外结构域差异很大的受体激酶。与非自体砧木嫁接反应差异表达的受体激酶包括功能类基因LRR、s位点糖蛋白样、DUF 26、WAK和lrk10样。LRR蛋白是植物中数量最多的受体激酶，其基序被认为参与信号转导和介导蛋白-蛋白相互作用。在本研究中，LRR家族的受体激酶在异质移植物的茎尖普遍上调(上调的基因有14个，下调的基因只有4个)。含有LRR结构域的蛋白质与许多发育途径和防御反应有关(如[28]);这可能意味着用砧木嫁接引发了整个植物的防御反应。同样，LRK10受体激酶在异质移植物中被下调，LRK10首次被鉴定为小麦抗叶锈病基因。

s位点糖蛋白样受体激酶首次被鉴定为在芸苔属花的自交不亲和反应中起重要作用，并被证明与植物防御反应有关(见[29])。令人惊讶的是，s位点受体激酶也是下调的，而不是我们预期的上调。然而，在拟南芥中至少有一个s位点受体激酶是植物防御反应的负调控因子[30.这表明对受体激酶差异表达的解释要比它最初出现时更为复杂。然而，有可能s位点受体激酶在与非自砧木基因型嫁接的反应中有差异表达，以抑制整个植物的自交不亲和反应。

激素信号相关基因在非自体砧木异种嫁接中的差异表达

来自功能类激素的基因调控差异可能表明在嫁接植株中两种不同基因型之间的激素信号传递有关。与这一观察结果一致的是，激素信号的差异和激素在砧木柄中的隔离(特别是生长素、赤霉素、ABA和细胞分裂素)被认为是砧木控制接穗生长的机制(见[2])。

许多功能类油菜素内酯基因表达上调;油菜素内酯可与植物防御受体信号通路相互作用，调节生长与植物免疫反应之间的权衡信号[31］．这可能表明嫁接非自体砧木改变了接穗的防御反应。ABA、乙烯和水杨酸功能类基因的下调进一步支持了这一观点，这些功能类基因也可能与植物防御反应途径有关[32］．

茎尖差异表达基因与杂种优势相关基因的重叠

杂交活力是指杂交品种在生物量积累、生长速度和育性等性状上优于亲本的现象。33])。拟南芥中昼夜节律振荡基因的表达与杂交活力有关[34，35]，虽然时钟基因在本实验中没有差异表达，但这可能与收获的时间和植物在室外自然条件下的培养有关。沈等人。[35的研究表明，在整个基因组的杂交中，DNA甲基化增加了，但在转座因子中尤其明显。77个对甲基组重构敏感的基因在杂交种中被差异抑制，包括黄酮生物合成相关基因的下调和生长素信号传递相关基因的上调(以及生长素转运的上调)。在茎尖，嫁接活力增加的砧木也导致许多涉及DNA和染色质修饰的基因表达上调，许多涉及类黄酮生物合成的基因表达下调。此外，许多与生长素转运、信号转导有关的基因和生长素响应基因在砧木嫁接中的表达也存在差异。这可能表明，嫁接活力增加的砧木诱导的转录反应类似于杂交活力。

嫁接诉酿酒用葡萄根茎源自美洲葡萄属spp．对茎尖接穗基因表达有深远影响。然而，砧木基因型的选择对基因表达没有显著影响;这说明自接和异接是调控茎尖基因表达的主要因素。在砧木响应基因列表中，染色质调节、细胞组织和激素信号等功能类别的过度代表可能表明，在一定程度上存在自和非自根识别。在异嫁接和自嫁接植株的茎尖上表达差异的许多基因也参与了防御反应，支持了接穗可以检测到非自嫁接砧木的存在的观点。植株茎尖对活力增加的非自生砧木的转录反应与活力杂交种的茎尖的转录反应相似，可能暗示了类似的机制。

植物材料

植物材料、嫁接程序和生长条件见[20.］．简单地说,计算机科学,诉锐利简历。《蒙彼利埃荣耀海岸》(Riparia Gloire de Montpellier)和诉? ?x诉rupestris混合的简历。“1103保尔森”(1103P)硬木在3月采用机械欧米茄嫁接。在28℃、90%湿度条件下愈伤组织培养28 d后，移栽温室1个月后，移栽到7 L灌钙质粘土的花盆中，在室外营养液浇灌的试验田中栽培。

热时计算

在大多数在非受控或半受控环境条件下进行的植物生长研究中，时间用热时间(度日)表示，其中补偿了生长速率的温度依赖性变化。热时间是根据非有害气温范围内生长速率/持续时间之间的线性关系计算的，计算方法是每日平均气温减去阈值温度。在本研究中，我们使用了葡萄芽生长的标准阈值温度[36］．热时间由平均气温减去基础温度10°C的日积分计算。以度日(°Cd)表示，从移栽移栽试验田开始计算。2010年6月1日至9月30日的气候条件为:平均气温20.6℃;全球平均日平均辐射为1962焦耳厘米^－2；平均相对湿度68.1%。

生物量测量

在嫁接后第一个生长周期(06/07/2010,26/07/2010,17/08/2010和15/09/2010)的4个日期，每个接穗/砧木组合10株分别分离为叶、茎、根和干样本，分别对应于466、724、932和1246°Cd。样品在80°C的烤箱中干燥，直到样品达到恒定重量。

生物量数据的统计分析

所有生物量数据均采用Sigma Plot 11进行分析。

RNA提取

7月(嫁接后4个月)，在每个接穗/砧木组合的夜晚结束时，从20棵单茎葡萄(即每株一根顶)中收获4个芽顶区(约4毫米长)，并立即在液氮中冻结。根据制造商的说明，使用植物总RNA谱试剂盒(Sigma-Aldrich)提取总RNA。

微阵列分析

所使用的微阵列是来自罗氏Nimblegen的葡萄全基因组微阵列(设计名称090918 Vitus exp HX12)。微阵列探针设计基于12X基因组组装[37]利用CRIBI的葡萄V1基因模型预测[38］．探头设计可在网上查阅[39］．该芯片包含118015个探针，平均每个基因有4个探针;该微阵列可定量表达29549个基因。探针标识符与基因标识符之间的对应关系由[38］．根据制造商说明，由法国图卢兹国家科学院Appliquées的Plateforme Biopuces对12个样本(3个接穗/砧木组合和4个生物重复)进行微阵列杂交。

微阵列数据分析使用统计包R，版本2.14.0 [40]与各种Bioconductor软件包[41，42])。使用arrayQualityMetrics包执行微阵列质量控制[43］．使用oligo包的rma函数对表达强度进行背景校正、分位数归一化和汇总[44］．支持本文结果的数据集可从ArrayExpress [45];登记号码为E-MTAB-1523 [46］．用limma包鉴定差异表达基因[47];>1和Benjamini-Hochberg校正p值低于0.05的基因被认为是显著的。

基因表达差异用MapMan可视化分析[12，13和PageMan [14］．MapMan映射文件从[48];微阵列上29549个基因中的27837个出现在映射文件中。显著差异表达基因中MapMan注释功能类别的丰富程度通过使用Fisher检验和使用Mefisto Version 0.23beta对多个测试进行Bonferroni校正进行显著性检验[49]，权变数据分别为:输入列表中功能类基因、微阵列上功能类基因、背景输入列表和背景微阵列。使用来自AgriGO的分析工具评估显著差异表达基因的基因本体(GO)术语的丰富程度[50，51]， Fisher检验和Bonferroni多重检验校正(p < 0.05)。

qPCR分析

对于qPCR实验，使用Ambion的Turbo DNA-free试剂盒从RNA中去除基因组DNA污染(根据制造商的说明)，并使用Invitrogen的Superscript III试剂盒(使用oligo dT引物，1.5 μg RNA，根据制造商的说明)进行反转录。基因表达在Biorad CFX96机器上分析，使用iQ Sybr Green Supermix(根据制造商说明)。用两组引物对合成的cDNA的质量(和数量)进行检测，这两组引物分别扩增了同一内参基因(一个SAND蛋白)的3 '和5 '区域，VIT_06s0004g02820)，用内含子特异性基因的qPCR检测基因组DNA污染(附加文件10)．将感兴趣基因的表达归一化VIT_06s0004g02820并用另外两个内参基因验证表达的稳定性VIT_06s0004g02820(附加文件10)．相对表达式为40 - δ CtVIT_06s0004g02820作为参考基因。使用LinRegPCR计算每对引物的PCR效率[52］．根据基因上调或下调的程度和推测功能的潜在兴趣，选取9个基因进行qPCR分析。

作者感谢西里尔·海文、马丁·唐纳特、伯纳德·杜恩斯、纪尧姆·帕克罗、让-皮埃尔·佩蒂和让-保罗·罗伯特的技术帮助。

从属关系

1. INRA, ISVV, EGFV, UMR 1287, Villenave d 'Ornon, F-33140，法国

   莎拉·简·库克森和娜塔莉·奥拉特

相应的作者

对应到娜塔莉Ollat．

相互竞争的利益

作者声明他们没有竞争利益。

作者的贡献

SJC进行了数据采集、分析和解释，并起草了手稿。NO对实验的构思和设计以及稿件的准备都做出了很大的贡献。两位作者都同意并阅读了最终的手稿。

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