代表不同非生物胁迫、组织类型和发育阶段的高羊茅ESTs分析

背景

高羊茅(季是一种主要的冷季牧草和草坪草，生长在世界温带地区。本文报道了从代表不同植物器官、发育阶段和非生物胁迫因素的9个cDNA文库中构建高羊茅表达序列标签(EST)数据库。图书馆间和图书馆特有的结果在网上并报道了这些ESTs的表达分析。

结果

从9个高羊茅cDNA文库中共获得41516条ESTs，分别代表不同器官、发育阶段和非生物胁迫条件下的组织。的羊茅属建立了基因索引(FaGI)。到目前为止，这是第一个公开可用的高羊茅EST数据库。在网上利用这些ESTs进行了基因表达研究，以了解高羊茅的应激反应。从应激组织文库中鉴定出大量已知应激反应基因的ESTs。这些ESTs代表了热休克和氧化应激蛋白以及各种转录因子蛋白家族的基因同源物。在应激组织文库中也发现了高表达的ESTs，这些ESTs代表了未知功能的基因。

结论

FaGI为高羊茅和其他密切相关的牧草和草坪草物种的基因组学研究提供了有用的资源。高羊茅与其他禾本科植物，包括黑麦草(LoliumSp .)、草地羊茅(f . pratensis)及四倍体羊茅(黄花菊属植物)将从这个数据库中受益。这些ESTs是开发基于简单序列重复(SSR)和单核苷酸多态性(SNP) pcr的分子标记的良好资源。

在世界范围内，草原面积是粮食作物面积的两倍[1]。高羊茅(季Schreb是一种主要的冷季牧草和草皮草，基因组大小约为6 × 10^3.Mbp和异交繁殖模式[2]。高羊茅是一种六倍体物种，包含三个基因组(P, G1和G2)。P (2x)基因组起源于f . pratensis而G1和G2 (4x)基因组来源于f .季var 'Glaucescens' [3.]。高羊茅是若干密切相关的Lolium种类包括多年生黑麦草(多年生黑麦草)和一年生黑麦草(多花黑麦草)。的羊茅属-Lolium复合体包含广泛分布在世界许多地方的适应性强、产量高的草种[4]。这些种植的牧草为人类提供了许多好处，包括为数百万奶牛和肉牛、马、羊和无数野生动物提供饲料和饲料。5]。用于高尔夫球场和草坪的草皮生产是一个价值数十亿美元的美国产业。草料和草坪草除了能带来直接的经济效益外，在保持土壤、保护环境、休闲娱乐和美观方面的贡献也是巨大的。

迄今为止，只有两种植物的完整基因组序列，拟南芥和栽培稻与大多数作物相比，这两种植物的基因组大小都相对较小。高羊茅的基因组大约是水稻的14倍。在不久的将来，不太可能获得高羊茅或任何其他饲料或草坪草物种的完整基因组序列。对于基因组大的禾本科物种，有针对性的大规模开发和分析ESTs可为基因发现和基因功能测定提供依据[6]。

高羊茅生殖的异交性和基因组的复杂性使传统的分子研究变得困难和低效。因此，对高羊茅的分子研究远远落后于对主要谷类植物的研究。高羊茅EST和数据库资源将有助于对这一重要植物物种与包括水稻在内的其他主要禾草物种进行比较基因组分析[7]，并帮助遗传知识从特征充分的物种(如水稻)向研究较少的物种进行跨物种转移。

本文报道了从9个cDNA文库中提取的41516个高羊茅ESTs序列，这些文库代表了来自不同植物器官、发育阶段和非生物胁迫因素的组织。我们还报告了库间和特定库的结果在网上EST表达分析。

羊茅cDNA文库及单基因集的生成

从代表不同组织类型(叶、根、茎和花分生组织)、生长阶段(幼苗、幼体营养阶段和早期生殖阶段)和非生物胁迫因素(干旱、高温和多因素田间胁迫)的9个高羊茅cDNA文库中生成了49,000多个EST序列(表4)1)。所有文库的DNA测序成功率在75 - 97%之间，总平均长度为536bp。幼苗(SD1)文库和热胁迫苗(HSS)文库的EST平均修剪长度分别最高(598 bp)和最低(505 bp)(表2)1)。长度小于50个核苷酸的序列(7.7%)、低质量序列(1.8%)、嵌合序列(1.8%)和污染序列(3.4%)被从数据集中剔除。共有41,834条EST序列被存入GenBank dbEST。

与基因组研究所(TIGR)合作羊茅属建立了包含41,516条优质est的基因索引(FaGI) [8]。表中显示了基于库的est分类1。聚类分析显示17806个单基因序列，其中包括11917个单基因序列和5889个暂定一致(TC)序列，这些序列来自29599个est2)。超过67%的独特序列或29%的est是单基因。技术中心的est数量从2到981不等，平均每个技术中心有5个est(图1)1)。超过99%的tc长度小于2kb，包括长度< 1kb(78%)和长度介于1 - 2kb(21%)的tc(数据未显示)。最长的暂定共识(TC 2128)为3215 bp，编码水稻β -半乳糖苷酶同源物(表2)2)。约30%的独特序列表达在低至中等水平，即由2至9个est组合而成的TCs代表，占所有序列的42%。只有2.7%的独特序列是高表达的，因为它们是由包含10个以上est的tc代表的。高表达基因覆盖了30%的est(图2)1)。其中有15个tc，每个tc由超过234个est组成。这些高表达转录物中有8个来自茎或叶组织文库，与已知功能的基因序列相似，其中大多数涉及碳固定(rubisco，光呼吸，光系统II)和碳代谢。TC1995包含最多的ESTs(981条)，与一种功能未知的水稻假设蛋白最相似。

为了比较每个文库中特征的est，计算单例、唯一tc中的est和唯一est的数量。单例百分比通过将单例除以每个库中est的总数来计算。DR1和FSS文库的单例百分比分别为3.9% ~ 61%。只有2.6%的est在FSS库中组装成独特的tc。唯一est的百分比(包括唯一tc中的单例est和est)基于每个库中存在的est，因此表明了est的库特异性。FSS库中几乎三分之二的est是该库独有的(表1)1)。

对单基因集的注释

BLASTX [9]对GenBank非冗余蛋白(nr)数据库进行了分析，以确定推定的身份羊茅属unigene集。基于≤1e的e值截止⁵， 68% (12,077)羊茅属这些蛋白同源物中约有28%(3410)被标注为未知的、假设的或表达的蛋白，而其余的(8667)对应于具有假定的已知功能的蛋白。

通过将单个基因映射到基因本体联盟(Gene Ontology Consortium)来分配功能注释[10]结构使用FaGI(1.0)。通过控制氧化石墨烯词汇，将具有假定功能的基因分为三个本体:分子功能、生物过程和细胞成分[j]。10]。总共有2410个单基因(包括1762个TCs和648个单基因)被映射到一个或多个本体，在一个单一的本体中，一个给定的蛋白质可能有多个分配。因此，对分子功能本体进行了2305次赋值，其中75%以上为催化活性和结合类别注释，如连接酶、转移酶、解旋酶和核苷酸结合蛋白(图2)2)。转运体和转录调节因子活性的分支子术语揭示了几个与水通道相关的基因(如Q40047和Q8S4X5)，碳水化合物转运体(如Q8GTR0和Q5XF02)，以及可能在应激反应中起作用的预测转录因子(如热休克因子RHSF6, hmg1 /2样蛋白，myb样蛋白Q4L214和Q4JL76，锌指蛋白基因Q5Z9H7和O82115)。在生物过程本体中，1773个任务中的大多数属于生理过程(76%)和细胞过程(66%)类别，并经常细分为应激反应、外部刺激反应和细胞生长和维持类别(图1)2 b)。考虑到相当一部分ESTs是由遭受非生物胁迫的组织产生的，因此大量的应力相关注释并不令人惊讶。在映射到细胞成分本体的1725个unigenes中，最大的组被分配到细胞(66%)和细胞器(53%)类别(图2)2摄氏度)。

基因表达的计算机分析

为了确定可能的差异表达基因，在网上通过层次聚类进行表达分析[11] 9个cDNA文库中所有5889个TCs的表达水平，用EST计数表示，根据文库大小归一化，使用genesspring 7.2。基于聚类分析，将文库随机分成4组(图3)3.)。五个库，包括DS1、LF1、SD1、FSS和HSS，通过进一步的关系形成了最大的群体。三个文库(DS1, FSS和HSS)来自于地面上的胁迫组织，因此可能具有相似的基因表达隶属关系。另一组包含RT1和ST1文库，其中包含活跃于细胞分裂、伸长和分化的顶端分生组织。胁迫根组织(DR1)产生的ESTs表达明显不同于其他文库，因此被归为第三个区块。正如预期的那样，代表生殖组织est的TFM(花分生组织)文库表现出独特的表达，区别于所有其他组织类型文库。

基因共享数量和功能相关的表达模式也被确定。根据库的特殊性，将tc划分为9个主要集群(A ~ I)，如图所示3.。每个文库被分配一个主簇，其中包含在文库的特定组织类型或胁迫处理中特异性表达的基因。每个集群中包含的tc数量从303个(集群I)到1232个(集群G)(图2)3.)。

集群A中的大部分基因来自于叶片组织来源的ESTs。不出所料，大量光合作用和固碳基因得到了高表达，例如叶绿体碳酸酐酶和rubisco激活酶基因转录物的蛋白同源物分别被该文库中的570多个和244多个est所代表。此外，A簇中有40多个TCs是叶绿素A /b结合(CAB)和光系统II (PSII)蛋白的同源物。大量的茎组织est被归为c类，其中包括参与胞质糖酵解的酶的同源物。例如，编码蔗糖合酶、葡萄糖脱氢酶、苹果酸脱氢酶和果糖1,6-二磷酸醛缩酶的基因的ESTs在茎文库中存在20个或更多拷贝。

簇D包括在根中特异性表达的基因(RT1)，包含编码不同种类蛋氨酸合成酶和甲基转移酶的高拷贝数ESTs。大麦金属硫蛋白样蛋白(MT)同源物的est在根(RT1)文库中高表达，聚集成6个TCs，共139个拷贝。四类金属硫蛋白之一的MT1在根中的表达明显高于叶和花等其他组织[12]。

与E和G簇相关的基因主要表达在活跃分裂(幼苗和花分生组织)组织中。这些基因簇的产物是细胞周期调控、转录和翻译所必需的。发芽特异性簇E包含许多转录因子编码基因(例如，蓬松相关蛋白激酶，cbl相互作用蛋白激酶，MYB29蛋白)。此外，参与光合作用的基因在幼苗中也有高表达。G是由101个TCs组成的最大簇，包含大量的花分生组织核糖体和组蛋白异构体，约占该簇成员的8%。组蛋白H2是分生组织特异性基因同源物，存在于该文库中的19个TCs中。组蛋白H2 mRNA在细胞周期的一段时间内短暂积累，这段时间主要与S期重叠[13]。我们的研究结果表明，这些转录本的表达增加，可能表明花分生组织中细胞分裂活跃[14]。

聚类B、F、H和I分别代表干旱胁迫(DS1)、热胁迫芽(HSS)、干旱胁迫根(DR1)和田间胁迫芽(FSS)库。这四个集群共包含2,338个tc，占所有集群的40%。在这四个基因簇中发现了大量的应激反应基因，包括热休克蛋白和氧化应激蛋白的同源物，以及各种类型的转录因子。不同文库间的应激相关基因表达也存在差异。这可能是由于不同图书馆在应激机制和其他环境和生物因素方面的差异。例如，在热胁迫芽库中发现了23个编码不同类别热休克蛋白的TCs (F簇)。这明显高于在其他应力库中观察到的热冲击TCs的数量。高温引起的热应激会对光合器官造成损害[15因此，在这一簇中发现了许多叶绿体和光合作用相关的基因是意料之中的。TC1995在干旱胁迫下的茎部(107个)和根系(1873个)文库中EST含量均较高，而在其他文库(非干旱胁迫下的茎部或根系、其他组织类型或胁迫处理)中均未检测到EST。这种新的干旱特异性TC与nr数据库中的任何基因都没有相似性。另一个高表达的TC是DNA结合蛋白的同源物，在干旱胁迫下的茎中含有1,272个EST，在干旱胁迫下的根库中含有56个EST。

环境条件与基因表达

炎热干燥的夏季限制了冷季牧草和草皮草(包括高羊茅)的生产，因此，非生物胁迫对牧草生产构成挑战。在夏季高羊茅生产过程中，高温和干旱胁迫通常是重叠的，这两种胁迫都可能引起植物的反应，导致类似的生理变化。为了鉴定胁迫诱导的基因，从干旱胁迫芽(DS1)、干旱胁迫根(DR1)、热胁迫芽(HSS)和田间胁迫芽(FSS)组织构建的4个cDNA文库中生成ESTs。EST被赋予氧化石墨烯分子功能注释，并通过与代表非胁迫、温室生长组织的文库进行比较来计算EST百分比，以确定胁迫相关基因(图2)4)。

在日平均气温35.2 ~ 38.7℃的7月中旬，利用田间种植植株的全茎和叶片组织构建田间胁迫芽库。植物受到包括高温、干旱以及可能的田间病原体在内的环境压力，代表了美国南部大平原夏季牧场的严重生长条件。将FSS ESTs与温室栽培叶片库进行比较，以检测地上组织的应力响应。在田间胁迫文库中鉴定的许多est包括许多与胁迫相关的基因同源物(例如，半胱氨酸蛋白酶、细胞色素P450和富含脯氨酸的蛋白质)。此外，基于本体论的est参与酶调节活性的比例(0.74%)远高于非胁迫叶片的estvs。0.27%)(图4)。然而，具有转运、结合和催化活性氧化石墨烯功能的est百分比越高，可能表明非胁迫叶组织的生长越活跃。大量参与光合作用和碳固定的基因仅在温室生长的叶片库中被发现。

干旱胁迫(DR1)比较vs。非胁迫、温室生长的根库显示，干旱胁迫下的根中转录调控因子ESTs的表达升高(图2)4)。编码信号转导通路组分基因(MAP激酶MAPK2、ras相关gtp结合蛋白)、转录因子(锌指蛋白、WRKY转录因子、MYB因子)和激素介导的信号蛋白(生长素反应因子1、2)的ESTs均属于这一组。水稻s-腺苷蛋氨酸合成酶基因的同源基因在干旱胁迫下的根组织中被高度诱导(有70个ESTs)，而在非干旱胁迫下的根组织中只发现了4个该基因的同源基因。本体论分析表明，干旱胁迫下根系的抗氧化活性、翻译调节活性、转运活性、结合活性和催化活性与温室栽培的根系相比受到抑制(图2)4)。根系特异性金属硫蛋白样蛋白基因在干旱胁迫下的表达量(0.46%)显著低于温室栽培植物的表达量(1.49%)。这可能表明生理过程，包括在细胞死亡和降解过程中有毒金属离子的螯合和防止氧化损伤[12]，可能在重读的词根中被弱化了。还确定了干旱胁迫特有的无害环境技术。一个干旱特异性基因(TC1995)仅在干旱胁迫下的根和茎文库(928 EST - cluster H)中高度表达，与nr中的序列没有相似性。在文库之间的EST比较中，研究了高羊茅植物在干旱、高温或田间胁迫(干旱、高温和其他环境胁迫的组合)下茎组织EST的变化。在多种胁迫条件下，与单独的热胁迫(HSS)或干旱胁迫(DS1)相比，大田胁迫下的芽表达的基因类别较少(图1)4)。然而，在三个文库中的至少两个中发现了许多est。富脯氨酸蛋白ESTs在DS1和FSS文库中均有表达，这可能表明在这两种条件下产生渗透保护剂的共同机制。在田间和高温胁迫下的芽中表达的转录本中，鉴定了编码线粒体蛋白的转录本，如NADH脱氢酶和细胞色素c氧化酶的各种亚基。这些转录本的表达与呼吸活动增强相关[16在遭受热胁迫或田间胁迫的植物中检测到。正如预期的那样，在两种环境下都表达了大量热休克蛋白基因。在所有三种处理下表达的转录本包括转录因子、氧化破裂和应激相关同源基因(如锌指蛋白、泛素偶联酶、氧化酶、dnak型分子伴侣、伤口反应家族蛋白、富含脯氨酸蛋白、茉莉酸诱导蛋白、半胱氨酸蛋白酶抑制剂和过氧化氢酶)。我们的研究结果表明，这些基因在应激条件下的普遍表达，与其他研究报告相似[16- - - - - -19]。

热休克蛋白及其他

由于热休克蛋白(HSPs)在多重胁迫条件下的重要作用，我们比较了所有9个cDNA文库中HSPs的表达(表1)3.)。共鉴定出53个热休克蛋白基因同源物，代表了5类热休克蛋白中的4类[20.]。根据预测的分子质量，将高羊茅热敏感蛋白分为低分子量(15-30 kDa)、70分子量(69-71 kDa)、高分子量(80-114 kDa)和未分类热敏感蛋白(表4)3.)，分别包含22、7、9、15个hsp。虽然重点放在胁迫处理的组织上，但热休克蛋白ESTs也存在于花卉分生组织、根和幼苗的快速发育组织中。

低分子量(LMW)或小分子量(sm)热休克蛋白的产生是植物热休克反应的一个独特方面[21]。在受胁迫植物中已鉴定出六类smHSPs [22]。虽然smHSPs的功能尚未明确，但有证据表明，它们作为分子伴侣保护细胞免受应激损伤，但不是正常细胞功能所必需的[23]。我们的EST分析显示，在热胁迫茎文库中表达了16个LMW-HSP基因，这与其他文库中的表达有显著差异(表1)3.)。5个LMW-HSP基因在大田胁迫下的芽组织中的表达可能反映了夏季高温的影响。先前我们发现LMW-HSP基因在热处理的高羊茅中被高度诱导，但在非胁迫植物中检测不到[24]。太阳等。［25发现…的表达HSP17.6A，一个细胞质II类smHSP基因拟南芥由水势变化触发，对渗透胁迫耐受至关重要。TC4040编码的小麦smHSP17.8同源基因在干旱胁迫下的根中有高表达(48条ESTs)，而在干旱胁迫下的茎中未检测到表达。

HSP70蛋白已被证明对正常细胞功能至关重要[26]。HSP70家族的一些成员是组成性表达，而其他成员是由热或冷诱导表达的[27]。9个文库中有7个表达TC63(表1)3.)。有趣的是，在花分生组织和温室培养的根库中发现了20多个该TC的est，这些组织在细胞分裂和伸长中活跃。

与LMW-HSP和HSP70基因转录本不同，高分子量HSP基因的表达主要发生在发育组织(花分生组织、温室生长的根、茎和幼苗)中，而不是在胁迫组织中。例如，编码大麦细胞质HSP90同源物的TC148在所有发育中的组织文库中都被多个ESTs所代表。HSP90作为植物中的伴侣复合物，在应对外界刺激(非生物胁迫和病原体)时起作用，并参与表型可塑性、发育稳定性和遗传变异的缓冲[qh]28]。HSP100亚家族ClpB的基因同源物[29]，除在高羊茅热胁迫芽中表达外，在幼苗组织中也有中等水平表达。先前的一项研究表明，这种核定位蛋白除了在玉米的耐热性中起作用外，还对主根的生长速度有负面影响[30.]。

因为热休克蛋白的表达受热休克转录因子(hsf)活性的调控[31]，检测高羊茅HSF基因表达谱。我们鉴定了10个HSF基因，代表了8类HSF，它们都有同源物o .漂白亚麻纤维卷。人们普遍认为，植物中存在至少两个热休克转录因子家族:A类热休克转录因子主要负责热休克基因的应激诱导激活，而一些B类热休克转录因子可能专门用于抑制或下调热休克反应[32]。这可能解释了10种高羊茅HSF基因表达模式的差异。例如编码HSF3同源物的DT694677仅在热胁迫下的芽组织中表达。这与关于AtHSF3的研究结果相似，AtHSF3是应激诱导的热休克基因转录的直接激活的关键调节因子拟南芥［33]。HSF6基因同源物TC2134在干旱胁迫下的根、热胁迫下的芽和幼苗中有高水平表达，因此可能在胁迫和发育组织中都起作用。HSFA9是一种关键参与hsp17.6G1发育激活的转录因子，在没有环境胁迫的情况下，在向日葵胚胎发生过程中特异性表达[j]。34]。在温室栽培的高羊茅根组织中表达了RHSF9的同源物。

抗坏血酸过氧化物酶(APX)的表达也被检测，这是一种由hsf控制的防御酶，在热应激期间升高[35]。APX同工酶是光合生物通过去除活性氧中间体来防止氧化应激的关键成分[36]。在高羊茅EST基因指数中鉴定出6个编码APX同源物的基因，这些基因均在高温胁迫下的茎中表达。这些基因在9个cDNA文库中的8个中也有表达，但在大田胁迫芽文库中没有表达(数据未显示)。先前的一项研究表明，APX的表达在高羊茅植物暴露于高温(在39°C下12小时)后不久就被诱导出来[37]。然而，APX的表达随着温度和暴露时间的增加而降低。因此，在长时间高胁迫(田间)条件下生长的植物中发现APX的低表达(或不表达)并不奇怪。

在此研究之前，很少或根本没有关于高羊茅的基因组信息。在这项研究中，我们分析了来自9个cDNA文库的41,516条高羊茅ESTs，这些文库代表了不同的非生物胁迫、组织类型和发育阶段。从应激组织文库中鉴定出大量已知的应激反应基因ESTs。这些ESTs代表了热休克和氧化应激蛋白以及各种转录因子蛋白家族的基因同源物。本文报道的EST数据库已用于开发145个EST- ssr标记[38的基因图谱羊茅属［39]。其他EST-SSR标记的开发正在进行中[40]。利用高羊茅EST-SSR标记对寒季牧草2亚科4族8属12种进行系统发育分析禾本科证明了这些标记在禾草物种比较基因组学研究中的实用性[41]。

本研究表征的EST可用于微阵列的开发和单核苷酸多态性标记的挖掘。该数据库为进一步发现基因和确定基因功能提供了基础。本研究未包括的其他非生物胁迫因素(如磷酸盐饥饿、高盐胁迫、夏季田间胁迫)下组织的cDNA文库将丰富该数据库。此外，高羊茅的一个重要生长成分——内生菌与宿主的相互作用，尚未被研究与基因表达的关系。从真菌内生真菌感染的高羊茅组织中开发ESTs可能有助于更好地了解植物与真菌的共生关系。

cDNA文库构建

构建了9个cDNA文库来表征发育阶段、环境胁迫和组织特异性ESTs(表2)1)。有关资料库的详情，请浏览GenBank dbEST [42]。无内生真菌的高羊茅(cv。以肯塔基州植物为材料构建cDNA文库。在异交物种中，同一栽培品种(群体)内的植物在遗传上不相同。因此，在每个采样时间点收集了25株植物的组织，以解释该品种内的遗传变异。总RNA由Tri-Reagent (MRC, Cincinnati, OH)提取。根据标准方案，使用Eppendorf生物光度计(Eppendorf, Hamburg, Germany)和甲酰胺凝胶电泳对RNA的质量和数量进行评估。每一种合适的RNA样本的等量汇集在一起，形成一个复合的总RNA样本。mRNA分离，构建cDNA文库。用Oligotex mRNA Midi试剂盒(Qiagen, Valencia, CA)纯化mRNA。 cDNA libraries were constructed using the ZAP-cDNA Gigapack III Gold Cloning Kit (Stratagene, La Jolla, CA). cDNA was size fractionated following manufacturers instructions. Fractions containing cDNA greater than 1,000 bp were selected for library construction.

DNA测序和数据处理

质粒分离和DNA序列分析在ABI 3730 DNA分析仪上使用标准程序进行。本项目产生的序列数据通过ESTAP进行处理[43]。筛选序列的总体碱基质量和污染载体，线粒体，核糖体和大肠杆菌序列被移除。

EST汇编和注释

长度短(<100 bp)或复杂度低的序列被排除在基因索引之外。通过TGI聚类工具(TGICL)对高质量est进行聚类和组装[44]。暂定共识(TC)和单例EST序列可从达纳费伯癌症中心下载[45]。一批BLASTX [46]无害环境技术与GenBank nr数据库的比较[47完成。对从GO网站下载的GO基因产物相关序列数据库进行BLASTP搜索[48]以及GO控制的词汇及其关系。在注释之后，执行嵌入SQL语句的Perl脚本，以计算每个库在不同的go term分支和子分支中的成员数量。

基因表达的计算机分析

基于cDNA文库中某一基因的出现可以代表其组织特异性表达水平的假设，利用Perl和Unix bash脚本根据相应文库计算TC成员数，生成9个文库中TC表达差异的矩阵。在这个矩阵中，每个库中的tc及其成员大小分别在每一行和每一列中提供。数据矩阵被归一化以补偿库之间EST样本量的变化。各文库归一化基因表达水平计算为:文库中TC成员数/文库est总数× 10000。将数据导入genesspring GX 7.3 (Agilent Technologies, Palo Alto, CA)进行表达分析。为了比较库之间的差异，对矩阵进行层次聚类分析在网上基因表达模式(标准化EST拷贝数计数)通过跟踪所有9个文库中的单个基因成员生成。由genesspring软件包实现的聚类算法度量的相似度在网上基因表达模式通过计算“标准相关”，并进一步使用“平均连锁”聚类算法生成分层聚类。数字3.显示数据矩阵的热图，其中数据是基于基因树和条件树聚类组织的。

我们感谢Robert Gonzales博士、Ann Harris博士和Jarrod Steele博士为cDNA克隆测序提供的技术支持。我们也感谢John C. Zwonitzer在为这个项目种植和维护种子和植物方面的帮助。这项工作得到了塞缪尔·罗伯茨诺贝尔基金会的支持。

作者指出

从属关系

1. 塞缪尔·罗伯茨诺布尔基金会饲料改良部，萨姆·诺布尔公园路2510号，阿德莫尔，OK, 73402，美国

   勉马若夫，张燕，王增宇，张吉毅，程晓飞，陈磊&契诃夫斯基

2. Samuel Roberts Noble基金会植物生物学部，2510 Sam Noble Parkway, Ardmore, OK, 73402, USA

   戴鑫斌，赵学春，何骥，Angela D Scott, Gregory D May

3. 弗吉尼亚生物信息学研究所，1750 Kraft Drive Suite 1400，弗吉尼亚理工大学，布莱克斯堡，弗吉尼亚州，24061，美国

   Chunhong毛

4. J. Craig Venter研究所，9712 Medical Center Drive, Rockville, MD, 20850, USA

   Foo b张和Christopher D Town

5. 美国俄亥俄州伍斯特市麦迪逊大道1680号，美国俄亥俄州OARDC, 44691

   马若棉

6. 国家基因组资源中心，Rodeo Park Drive East 2935, Santa Fe, NM, 87505, USA

   格雷戈里·D·梅

相应的作者

对应到格雷戈里·D·梅。

作者的贡献

YZ、JZ、XC、LC、MARM构建cDNA文库;KC、ADS进行测序;YZ, MARM, ZW, GDM参与稿件撰写;小东、金辉、徐铮、陈建明进行生物信息学研究;FC、CDT成立TIGR FaGI;MARM和GDM管理整个项目。所有作者都阅读并批准了最终的手稿。

马若勉、张严对这项工作也作出了同样的贡献。

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